Utilisation des fioles de respiration combinées, avec optodes intégrées O2, pH et température, pour étudier la photosynthèse

Client / Type de client :

Centre universitaire d’Aarhus pour la technologie de l’eau, Département de biologie, Section de microbiologie

Problématique / Besoin :

1. Introduction

La photosynthèse oxygénique était et reste l’un des processus métaboliques les plus importants de la biosphère, car elle élimine le dioxyde de carbone de l’atmosphère tout en produisant de l'oxygène.

La photosynthèse est principalement responsable de la production et du maintien de la teneur en oxygène de l’atmosphère terrestre et fournit la majeure partie de l’énergie nécessaire à la vie sur Terre.

Les organismes phototrophes utilisent des photo-pigments, tels que les chlorophylles, les caroténoïdes, etc. pour capter la lumière et convertir l'énergie lumineuse en énergie chimique, c'est-à-dire générer de l'ATP.

En outre, la matière organique est produite par la fixation photosynthétique du dioxyde de carbone. Il s'agit d'un processus essentiel dans le cycle du carbone.

Le cycle du carbone commence par la réduction du CO2 en utilisant l’énergie de la lumière et en produisant (CH2O)n et de l’oxygène, où (CH2O)n caractérise les composés organiques. La réaction inverse de décomposition de (CH2O)n en dioxyde de carbone et en eau est appelée respiration. Un degré plus élevé de photosynthèse que de respiration est donc nécessaire pour obtenir de la matière organique.

Photosynthèse oxygénique : CO2 + H2O --> (CH2O)n + O2

Respiration : (CH2O)n + O2 --> CO2 + H2O

Ainsi, la photosynthèse oxygénique peut être déterminée en mesurant la concentration en O2 et son changement à différentes intensités lumineuses. En outre, l’évaluation du pH est une indication de la fixation du CO2, car une augmentation du pH indique une diminution du dioxyde de carbone.

Nous décrivons ici comment les fioles de respiration Pyroscience combinant des pastilles de mesures optiques de O2, pH et température peuvent être utilisées pour étudier ces importants processus biochimiques. Nous démontrons la configuration expérimentale de base et montrons des données exemplaires en utilisant des algues vertes du genre Tetraselmis comme exemple.

Méthode utilisée / Réponse apportée :

2. Expérimentation

2.1.  Algues

Les algues du genre Tetraselmis ont été cultivées dans le milieu standard F/2 et maintenues à température ambiante à un rythme de 12 h jour 12 h nuit fournissant ~300 µmol photons/(m²*s) pendant la phase diurne.

2.2.  Calibration du capteur

La fiole capteur avec les capteurs optiques intégrés d’oxygène, de pH et de température a été calibrée, chaque capteur à la fois. Pour la calibration de la température, une calibration en 1 point a été effectuée en positionnant un capteur de température Pt100 externe (fourni par PyroScience) à proximité de l’optode de température. Le capteur d’oxygène a été calibré en 2 points (eau désoxygénée et eau saturée d’air). La calibration du capteur de pH a été effectuée en 2 points (tampons de pH 4,01 et pH 10, fournis par PyroScience).

2.3.  Configuration de la mesure

La fiole du capteur a été remplie de solution d’algues et d’une barre d’agitation magnétique (Note : les bulles de gaz doivent être évitées lors du remplissage de la fiole). Les fibres optiques ont été attachées en pointant sur les capteurs respectifs, comme on peut le voir sur la Figure 1 et la fiole a été placée sur un agitateur magnétique.

Le flacon de respiration a été recouvert d’un tissu noir pour exclure la lumière afin d’obtenir une mesure à l’obscurité (respiration). Le tissu a été enlevé et une lampe halogène a été placée devant le flacon et l’intensité lumineuse a été mesurée à l’aide d’un luxmètre spectral (Gigahertz-Optik MSC15), comme le montre la figure 2. La distance de la lampe a ensuite été augmentée après chaque mesure pour diminuer l’irradiance au niveau de l’échantillon. L’échantillon a été exposé à chaque intensité lumineuse pendant 3 minutes, suivies de 30 secondes de mesure. Après la dernière mesure en présence de lumière, le récipient a été à nouveau recouvert d’un tissu noir pour mesurer les paramètres pendant la respiration des algues.

3. Résultats et discussion

La figure 3 montre les données brutes obtenues lors de la mesure. Alors que la concentration d’oxygène diminue pendant les phases sombres (respiration), une augmentation globale est observée pendant les phases claires. Le pH augmente au cours de l’expérience. Ceci est conforme aux attentes, en raison de la fixation du CO2 pendant la photosynthèse.

Après environ 80 minutes, le récipient a été à nouveau couvert pour exclure la lumière, ce qui a entraîné une légère diminution du pH. La respiration étant maintenant le processus prédominant, elle conduit à la production de CO2 et donc à une diminution du pH. En bleu, on peut voir la compensation de la température interne, mesurée par le capteur de température optique.

Il est intéressant de noter que l’augmentation de température était plus prononcée lorsque le flacon était couvert plutôt qu’éclairé. Une augmentation de température de près de 2°C en l’espace d’environ 30 minutes est plutôt radicale et démontre l’importance de la mesure de la température interne.

Autres informations :

4. Conclusion

La fiole de respiration avec les capteurs optiques combinés O2, pH et température est un outil idéal pour étudier la photosynthèse. La compensation interne de la température assure des lectures stables et compense bien les fluctuations. En mesurant à la fois l’O2 et le CO2, on mesure le produit et l’un des déduits de la photosynthèse (au moins indirectement pour le CO2). Cela permet une meilleure description du système et des dynamiques respectives.

La calibration et l’utilisation du capteur sont simples. Les accessoires fournis (par exemple, les bagues d’adaptation) assurent un démarrage rapide et un fonctionnement sans problème.

Références:
1 Madigan, M. T., Martinko, J. M., Bender, K. S., Buckley, D. H. & Stahl, D. A. Brock Biology of Microorganisms. (Pearson, 2015).
2 Bryant, D. A. & Frigaard, N. U. Prokaryotic photosynthesis and phototrophy illuminated. Trends in Microbiology (2006).

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